植入式胞外神经微丝电极和薄膜电极的发展

　　摘    要：　人类的大脑约由800亿神经细胞构成,这些神经元之间的连接将大脑组成了一个超复杂的神经网络,要研究大脑的功能机制,破译其神经网络的信息编码原理,一个重要的方法是在大脑神经元网络中,同时观察、记录尽可能多的单个神经元活动信号。植入式多通道神经微电极作为一种可实时记录多个神经元峰电位信号的器件,在神经信号的时间分辨率和设备的便捷性方面有着其它神经成像技术不可替代的优点。在不影响大脑功能甚至动物行为的前提下,为了在大脑中植入通道数更多的电极,需要在植入式多通道电极的材料、结构、集成方式和植入及封装方法等方面不断地进行改进创新和优化。本文简要回顾了多通道微电极技术的发展历史,重点介绍了采用微加工技术制备植入式多通道微电极的发展历程和研究现状,对未来的发展趋势进行了展望。

　　关键词：　植入式神经微电极; 微加工技术; 微通道电极; 薄膜电极; 电极阵列; 评述;

　　Abstract：　The human brain contains about 80 billion nerve cells, and the connections between neurons form a complicated brain neural network. To study the function of the brain mechanisms and the coding principle of the neural network, an important method is to record single-neuron activity as much as possible at the same time. Implantable multichannel neural microelectrodes is a key device that multiple discharge activities of single neurons and can record the spike potential signal of neurons in real-time. In terms of the temporal resolution of neural signals, microelectrode has irreplaceable advantages over other neuroimaging techniques. How to implant more electrodes with more channels in the brain without affecting the function of the brain requires constant innovation and optimization in the material, structure, integration mode and packaging method of implanting multichannel electrodes. This paper briefly reviews the development history of multichannel microwire technology and focuses on the development history, research status and future development trend of implantable multichannel microelectrode by micromachining technology.

　　Keyword：　Implantable neural microelectrodes; Micromachining technology; Multichannel microelectrodes; thin film electrode; Electrode array; Review;

　　1 、引 言

　　18世纪末,意大利生理学家在蛙腿标本首次观察到生物电信号。19世纪初,神经的静息电位和动作电位被直接测量到。神经元电信号实际上是神经元细胞膜内外两侧不同带电离子浓度差造成的电位差,维持及改变电位差是神经元最基本的产生、传递和处理信息的基本方式。

　　神经元是大脑的基本结构和功能单位,当神经元被激活时,其膜电位会发生快速的特征性变化,称为峰电位(Spike potential, SP)或动作电位(Action potential, AP),峰电位的持续时间约1 ms。神经元活动水平越高,其发放峰电位的频率也越高。对单个神经元来说,其峰电位的幅值是固定不变的。采用细胞内记录方法采集的最大电位波动可达到100 mV; 细胞外记录方法可采集的最大电位波动约为1 mV。 胞内记录需要使用电极对单个神经细胞进行操作,技术难度大,难以同时记录多个神经细胞的电信号,限制了其在多通道记录方面的应用。相对于胞内记录,胞外记录尽管获得的信号幅度小,但却不需要进行单个细胞操作,在保持较小植入损伤的前提下,可在活体动物内长期追踪神经元的放电活动[1,2,3],并且在记录通道数方面具有很强的可扩展性。
 

　　植入式神经微电极是将以离子为载体的神经电信号转化成以电子为载体的电流或电压信号的传感器件。神经电极通常由金属材料制成,为了传感测量神经组织中局部区域(单个细胞或神经元群体)的电势变化,需要对暴露在体液中电极的面积进行限制,方法是仅留出一定的电极面积与体液中的离子接触,其它部分则通过镀覆绝缘层的方法与体液隔绝。暴露在绝缘层外的电极面积,通常称为记录点或电极位点。当用作胞外记录的植入式神经微电极放置在神经元附近时,伴随着神经元活动,记录点位置处的离子浓度产生变化,进而引起电极电位的变化,由此记录到神经元的电活动信号。记录点的大小和界面阻抗[4,5]决定了其所能记录到的神经信号的特征和信噪比。通常,为记录单个神经元的峰电位信号,记录点的大小应与神经元的尺寸相当或更小。因此,胞外记录电极位点的大小通常在几十微米以下,但由于电极本底噪声的限制,电极记录点的面积不能无限缩小,目前报道的最小记录点面积为3 μm ×1.5 μm[6]。 对于相同面积大小的电极,阻抗越低,所记录到的信号质量越好,对电极表面进行材料改性或界面修饰[7,8,9]可大幅降低界面阻抗,改善电极的信噪比。

　　胞外记录的多通道神经微电极可同步记录自由活动的动物或人的神经信号,经常用于研究神经活动和行为之间的对应关系。记录到的神经元数量越多,找出两者之间确定对应关系的可能性就越大,Alivisatos等[10]还在Cell Press上撰文提议要记录“每个神经元的每个动作电位”。为了增加可同时植入大脑的神经电极的通道数,首先需将单个胞外记录电极的器件尺寸降低到最小; 其次,需选择适当的组装和封装方法,将多个通道连接并集成在一起,装配到一个可与放大电路连接的接口上。到目前为止,植入式多通道微电极的通道数量已从上世纪的数十通道发展到上千通道[11,12,13,14,15,16]; 多通道记录电极的材料、结构、集成方式和封装工艺也从最初的金属微丝电极阵列,发展到现在的以硅材料为代表、微纳加工制备方法为主,多种材质和电极结构并存。本文围绕植入式胞外多通道神经微电极的材料、制备工艺、通道数量规模及功能特点,评述基于金属、硅和聚合物等多种材质电极的结构特点和制备方法,梳理基于微丝(针)和薄膜两种电极的发展过程和现状,总结集成了放大电路等功能单元的作用和效果[17,18,19],并对植入式多通道神经微电极未来的发展趋势进行了分析和预测。

　　2 、多通道微丝电极

　　微丝电极,或者称为针状电极,是将细丝或针的最前端暴露作为记录点,是最早出现的胞外记录电极类型之一,一般由包裹了绝缘材料的金属材料制备而成[20],这种电极的特点是一根微丝(针)上只有一个记录点。神经电极的绝缘材料要求具有低的介电常数、稳定的化学性质、优异的防水性以及良好的生物相容性,一般采用玻璃、陶瓷、聚四氟乙烯(Poly tetra fluoroethylene, PTFE)、聚酰亚胺(Polyimide, PI)或聚对二甲苯(Parylene)等作为电极绝缘材料。常用的电极导电材料有镍铬合金、钨(W)、金(Au)、铂(Pt)、铱(Ir)等贵金属材料,这些材料电导率大,化学性质稳定,能长期在体液环境中工作。早在20世纪50年代, Strumwasser等[21]利用直径80 μm的不锈钢神经电极记录了松鼠的神经电信号。Sonnhof等[22]制备了玻璃绝缘的钨丝电极,通过饱和KNO2腐蚀,将钨丝记录点前端变细,在减小损伤的同时提高了对单个神经元放电的分辩能力,在猫的脑干区域清晰记录到了调控后的神经元放电。为了增加可同时记录神经元的数量,Tsai等[23]建立了8导和16导多通道金属丝神经电极阵列,其制备方法是将PTFE绝缘后的金属微丝按照预设的间距手工组装排布,固定后焊接在电极接口上,得到了间距为200～300 μm 的8通道垂直电极和间距为400～500 μm的16通道平面电极。到目前为止,利用直径12 ～30 μm预制好的电极丝材料,通过截断和组装的方法制作而成的通道数16～32导的电极阵列仍在实验室广泛使用[24]。将金属微丝排布成通道数更多阵列的操作较为困难,如唐世明[25]利用金属微丝排布了上百通道的高密度电极阵列。在制备方法中,手工操作的比例较大,制备合格的电极需要经验丰富的操作人员。为了使金属电极的排布标准化,Fofonoff等[26]采用火花放电及线切割加工方法,在块状金属钛上以减法的形式加工出电极阵列,然后通过化学腐蚀、针体绝缘、针尖暴露等工艺,最后形成100通道数目的微丝电极阵列,如图1A所示。此时,所有的针状电极的根部都还连接在金属底座上,因此,无论多通道电极阵列的规模有多大,电极与电极之间的间距一致性将得到保障。这时还需在电极根部填充绝缘材料,以固定阵列,并使得阵列间的各通道相互绝缘。最后,通过线切割,将金属块状衬底去除,制备成通道数规模在100导左右、间距和电极形状一致性都很好的金属微针电极阵列。

　　与金属材料相比,基于硅材料的微加工技术更为丰富和成熟,微电子产业的发展使得硅材料,特别是单晶硅的杂质和缺陷得到了很好的控制。同时,硅材料成本大幅降低,加上硅材料良好的机械特性和生物相容性,与硅工艺兼容的氮化硅、氧化硅等完备的绝缘材料体系,这些条件和优势使得硅成为加工多通道微电极阵列的最佳材料之一。

　　1989年,犹他大学的Normann研究组根据之前的经验积累提出了利用体硅工艺制备微针电极的方案。1991年,Campbell等[27]制备了以长4.2 mm、宽4.2 mm、厚0.12 mm的硅为支撑层的100导硅针微电极阵列,每个针体长1.5 mm,根部直径80 μm,尖端直径3～5 μm,针体用PI等材料绝缘,针尖暴露区域长约25 μm, 镀覆铂或氧化铱,以改善阻抗特性,可用于记录皮层内神经信号。在制备方法上,使用厚1.7 mm, 电导率6～20 Ω/cm的N型单晶硅片,在其上采用电子束蒸发铝并图形化成与电极通道数对应的圆形阵列,利用正反面的温度梯度使得镀覆的铝热迁移注入到硅片内形成穿通硅片的柱形铝(P)型重掺杂区,然后在这些柱形区之间划槽(留厚0.2 mm),隔离出这些P型重掺杂的硅柱,得到一个留厚区固定且以NPN结相互绝缘的电极坯。电极坯先后经历动态和静态各向同型湿法腐蚀[28,29,30],得到光滑且尖锐的锥形针尖结构。对顶部针尖和针体背面的引出点进行金属化处理,最后利用PI绝缘并暴露针尖,形成10 ×10的三维阵列电极。在此基础上,Jones等[31]于1992年利用玻璃代替PN结作为各硅针间的绝缘材料,制备了同种三维神经电极。这种制备硅针电极的工艺得到不断地改进和完善[32,33,34,35,36,37],电极功能、一致性和可靠性不断得到改进和提高,成为为数不多的经过美国食品和药品管理局(FDA)认证的可用于人大脑皮层神经信号记录的多通道电极,用于瘫痪病人的运动功能恢复研究方面[3,38,39,40]。Ajiboye等[3]利用犹他电极和神经信号处理及分析的系统进行了长达2年多的脑电信号监测,并利用记录的脑电信号操控手臂实现了高位截瘫病人的自主进食。与犹他电极采用体硅工艺不同,Zhao 等[41]提出了一种硅线阵电极的工艺,利用薄膜硅工艺制备了多通道神经电极,如图1B所示,其优点是一致性好、电极阵列的通道数可通过预制的应力点灵活选择。尽管犹他硅基针式电极在神经科学研究以及脑机接-口应用等方面取得了许多突破,但犹他电极一个硅针一个记录点的结构特点使得其通道数目难以持续增加,更多的通道数目需要更多的针体和更大体积,过多的针体会导致植入困难,并给脑组织带来严重的损伤。

　　图1 (A)火花放电加工的100导金属微丝阵列[26]; (B)多通道硅针微电极阵列[41]

　　Fig.1 Image of (A) 100-channel microwires array[26] and (B) multichannel silicon array[41]

　　以犹他电极为代表的体硅电极,延续了金属微丝电极单通道重复组合的阵列结构,将神经电极的通道数目提升到百导量级,降低了金属微丝电极对手工操作的依赖。利用光刻等微加工工艺,提高了批量制备多通道神经电极的效率和电极之间的一致性。但由于每根针体结构仅包含一个记录点,当电极的通道数目增加时,电极尺寸成比例增加,植入损伤随之而增加,限制了电极通道数目的进一步提升。

　　3 、薄膜电极

　　薄膜电极是基于平面加工工艺发展出来的神经微电极,一般由支撑层、下绝缘层、导电层和上绝缘层组成。薄膜电极打破了单根针体上仅有一个记录点的传统电极结构,充分利用微纳加工技术优势,在一根针体上制备了多个记录点,增加了记录通道数,减小了电极尺寸,提高了电极密度。以硅材料为衬底的薄膜电极不仅提高了神经电极的密度,其制备工艺与集成电路制备工艺兼容,还便于与后端神经信号处理电路集成,这一特点大大提高了这种电极结构在通道数和功能方面的可扩展性。

　　最具代表性的薄膜电极是由Michigan大学开发的电极,其商品名称为Neuronexs。1985年,Najafi 等[42]制备了长3 mm、宽50 μm、厚15 μm的单针硅基薄膜电极,该电极以硅为支撑层,上下绝缘层是氮化硅和氧化硅的复合膜,夹在两层绝缘层之间的金属被加工成4根电极通道导线,包含4个记录点,如图2A所示。在制备方法上,使用P型<100>晶向的单晶硅片为衬底,先将硅片氧化,在氧化后的硅片上进行光刻,形成图形化的光刻胶图形。在光刻胶的掩膜下刻蚀氧化硅,然后以被刻蚀后的氧化硅层图形作为掩膜,在1175℃进行浓硼掺杂15 h(浓硼掺杂区一方面可作为自停止腐蚀区用于定义器件层的厚度和平面轮廓,另一方面重掺杂衬底可消除衬底中载流子定向移动带来的噪声),随后去除氧化硅层。然后在硅片表面化学气相淀积(Chemical vapor deposition,CVD)300 nm/800 nm氧化硅和氮化硅的复合膜作为下绝缘层(复合膜还被用于平衡材料间应力,避免电极针体产生较大的应变),光刻后沉积50 nm钽,剥离后形成图形化的钽导线作为导电层,再CVD沉积氮化硅和氧化硅作为上绝缘层。等离子刻蚀去除记录点和压焊点区域的上绝缘层,并在暴露区沉积Au,以改善记录特性,并形成可压焊连接的pad区。最后,以浓硼掺杂区的自停止腐蚀特性,在EPW溶液中腐蚀除去非掺杂区,将针体释放下来。制备完成的Michigan电极压焊封装后,在沙鼠小脑皮层记录到约200 μV的单个神经元放电。基于这一结构和制备工艺,薄膜电极可通过拓展单个器件所包含的电极针体数目以及单个针体上所包含记录点数目[43,44,45],不断增加通道数规模。通过后期电极与电极之间的高密度封装,能够得到记录点通道数成倍增加的薄膜电极阵列。2001年,Wise研究组通过组装薄膜电极的方式制备了256导神经电极[46,47,48],如图2B所示。集成在电极后端的电路旨在减小各通道间串扰并抑制神经电信号的衰减[47,49,50,51],该电极包含了64个电极针体,针体密度过高,该256通道电极的动物植入实验未见报告。

　　图2 (A)密歇根电极示意图[42]; (B)256导组装电极[46]

　　Fig.2 (A) Schematic of Michigen electrode[42] and (B) 256-channel assembled electrode[46]

　　3.1、 高密度薄膜电极

　　与微丝电极相似,通过增加针体数目提高通道数的方法势必会增加电极体积,带来更大的植入损伤。随着光刻精度不断提高,光源波长不断缩小[52,53],曝光方式和光刻胶不断改进[54],光刻特征尺寸不断减小[55,56,57]。通过压缩线条宽度,提高单个针体上电极集成密度的多通道电极制备方法,具有更大的通道数扩展潜力。借助纳米加工技术及标准微电子加工技术,如CMOS加工工艺,1000导量级的高通量、小尺寸薄膜神经电极不断涌现[6,58,59]。

　　Scholvin等[59]在绝缘层上硅(Silicon on insulator,SOI)上,利用紫外光刻和电子束光刻技术制备了包含5根针体、1000通道数目的神经电极,通过SOI材料的结构设计将每根针体的厚度控制在15 μm。为了减小电极的横向尺寸,金属导线采用电子束曝光(Electron beam lithograph,EBL),最小导线宽度仅为200 nm,记录点尺寸为9 μm ×9 μm,记录点的中心间距为11 μm,这样每个针上可紧凑排列200个记录点。尽管先进的微加工技术能够将神经电极的针体尺寸减小、记录点密度增加,但是1000导电极封装出来的后端体积拉大了电极的整体尺寸,电极实物图和局部放大图如图3A所示,过于庞大的电极后端增加了动物活体实验的操作难度。与Wise研究组2001年的工作相似,Roso等[15]利用4个封装好的256通道的电极通过层叠方式制备了包含16个针体和1024个通道的神经电极阵列(图3B)。针体上的金属导线制备采用了纳米加工工艺,宽度仅为300 nm。每个针体厚度约21 μm,宽度不超过65 μm,如图3B所示。导线尺寸的压缩,使得1024通道电极所包含的针体数量仅为16个,为器件的微创植入和实际应用提供了方便。整个神经电极系统包括前端的硅基电极针体、中端的柔性电线和后端带有神经信号处理芯片的印刷电路版(Printed circuit board,PCB)。尽管柔性连线为前端的针体的植入操作提供了一定的灵活性,但采集端PCB版体积比较庞大,难以进行慢性动物试验。

　　图3 (A)基于EBL曝光技术制备的1000导神经电极[59]: (a)电极封装后实物图; (b)电极尖端区域的(a)图中的红框区域放大图, (c)针体(b)图中的红框区域SEM图; (d)针体尖端记录点(c)图中的红框区域的SEM图。(B)层叠组装而成的1024通道神经电极[15]:(a)1024到电极实物图; (b)电极针体(a)图中的黑框区域的放大图; (c)针尖(b)图中的红框区域放大图

　　Fig.3 (A) 1000-channel microelectrode based on electron beam lithograph (EBL) exposure technology [59]: (a) image of 1000-channel probe, (b) enlarge view of probe from red frame in (a), (c) scanning electron microscopy (SEM) view of shanks from red frame in (b), (d) SEM view of probe tip from red frame of (c); (B) 1024-channel assembled electrode[15]: (a) 1024-channel electrode, (b) electrode needle body from black frame in (a), (c) needle tip from red frame in (b)

　　3.2、 电极与电路单片集成的薄膜电极

　　上述两种电极为实现千导记录点信号一对一输出,使得电极后端扇出部分的封装体积过于庞大,不利于植入动物体内进行活体实验。薄膜电极与后端电路单片集成,可同时解决通道数扩展和多通道信号扇出的问题。Herbawi等[60]基于0.18 μm CMOS加工技术制备了最多可包含1600个通道的神经电极,该电极长10 mm,宽100 μm,厚50 μm,共包含50块记录点区域,每块区域包含32个记录点,记录点尺寸为17 μm×17 μm。通过集成选通电路输出32导电极信号,极大缩减了需要引出的通道数目和电极后端的引出体积,如图4A所示。

　　硅基电极与硅基放大及信号处理电路之间的单片集成,一方面可借助电路的通道复用技术,压缩电极通道连接需要的引线数量,减小电极后端的引出体积,便于进行动物实验; 另一方面,硅片集成的放大电路,有助于提高记录信号的质量。IMEC公司的Raducanu等[12]基于0.13 μm CMOS技术制备了包含1356通道的Neuroseeker神经探针,由1344个尺寸为20 μm × 20 μm的记录点,外加12个20 μm×80 μm的参考电极点组成,整个针体长8 mm,宽100 μm,厚50 μm。Neuroseeker神经探针支持同时输出1356导神经信号,也可将两个记录点合成为一个记录点,输出678导神经信号。每个记录点带有前放电路,通过电极基座上的电路对神经信号进行放大、滤波、多路复用和数字化后输出。

　　2017年, Jun等[58]报道了一种名为Neuropixels的电极,这种电极是集电极记录点、放大电路、滤波和数字化于一体的有源神经电极。电极基于0.13 μm CMOS工艺制备而成,单针体上的记录点为四行交叉的棋盘式排布,记录位点大小约为12 μm ×12 μm,记录点间距为20 μm,电极前端宽度仅为70 μm, 厚20 μm。电极包含两种输出类型,一种是长5 mm的短柄神经电极,包含384个记录点,所有记录点均可同时输出神经电信号。另一种是长10 mm的长柄神经电极,包含996个记录点,针体下的开关阵列最多可同时选通276个记录点输出,如图4B所示。该电极在老鼠体内进行了动物实验,采用两根这样的电极同时记录到跨越5个脑区的700多个神经元发放的电信号。

　　图4 (A)包含800或1600个记录点并选通32通道输出的电极示意图[60]; (B)IMEC公司Neuropixels电极实物图,左上角为记录点排布示意图,左下角为电极针尖的SEM图[58]

　　Fig.4 (A) Schematic of 800-sites and 1600-sites electrodes with switchable 32 output channels[60]; (B) Neuropixels’ electrode of IMEC company, the schematic diagram of electrodes arrangement is shown in the upper left corner, and the SEM imagination of needle tips is shown in the lower left corner[58]

　　3.3、 多功能薄膜电极

　　薄膜电极除了可与后端电路集成以外,还能将药物通道和光源集成在电极上。通过电刺激和药物注入调控神经元的活动,同时记录调控后的电活动变化[61]。这种集成了微通道[16,62]和光源[62,63]的多功能神经电极,不仅可用于神经信号记录,还能给与神经元刺激,实现大脑和外界的双向交流,为基础神经科学的研究和临床应用提供更全面的信息。在这种集成多功能电极的研究方面,Rohatgi等[64]在多通道平面薄膜电极上增加了一个小的石英管,制备了集生物电信号记录和液体药物传输于一体的多功能神经电极。利用该电极的药物传输通道向小鼠大脑皮层注入河豚毒素,成功抑制了周围神经元的放电活动。与记录单个神经元放电信息不同,药物调控或电刺激很难做到只对单个神经元起作用,无法实现对细胞的选择性调控。自2005年, Diesseroth研究组先后发表了多篇有关光调控神经细胞活动的论文[65,66,67,68],通过转基因手段使神经元表达对光敏感的离子通道,使用光源能激活或抑制特定的神经元放电,成为研究大脑和调神经元活动的重要手段。

　　为了配合光遗传操作对光刺激和电记录的需求[69,70,71],Cho等[72]利用微纳加工技术制备了集成光波导的16通道神经电极,该电极针体长5 mm,宽80 μm,厚12 μm,如图5A所示。通过光刻定义和制备了宽62.5 μm的SU-8波导及出光口位置,波导末端用光纤和激光器耦合,耦合损耗为-3.7 dB(57%),传输损耗为-0.22 dB/mm(4.9%)。虽然输出光功率足够激活神经元放电,但是集成波导的光电极需要连接光纤,限制了动物的自由活动。为此,Kim等[73]制备了集微电极记录点、微光电探测器(μ-IPD)、微发光二极管(μ-ILED)和温度传感器于一体的多功能神经光电极,如图5B所示。器件层和辅助植入衬底之间用丝素蛋白柔性连接,植入后可将衬底取出,减小对脑组织的损伤。当器件在体内工作时,μ-ILED进行光刺激,上一层的μ-IPD可探测μ-ILED发光,以精确输出光功率的大小; 同时,下一层的温度传感器检测μ-ILED附近的温度,避免过高的温度对脑组织造成伤害。动物实验结果显示,光通道蛋白激活和光源刺激之间具有很强的相关性,验证了该多功能电极的性能。

　　3.4 、柔性薄膜电极的发展

　　尽管基于硅、金属或陶瓷的针式或薄膜的多通道电极在急性记录和通道数量集成方面取得很好的效果,但由于硅和陶瓷等材料的硬度较大,在慢性植入时,植入器件的硬度与周围脑组织的机械不匹配会引起慢性的免疫反应[74,75],造成的结果是电极周围的小胶质细胞和星型胶质细胞增加[76,77,78],神经元细胞逐渐远离或被迫与电极隔离,最终导致神经元信号的丢失[79]。目前,基于柔性材料制备的神经电极被证明可改善或减轻神经组织的免疫反应[80,81],在动物实验中表现出良好的生物相容性[2,6]。Parylene[82]、PI[82]和SU-8[83]等绝缘材料具有低的介电常数、较小的弹性模量和低生物毒性,常被用作制备柔性神经微电极的基底材料。

　　图5 (A)集成SU-8光波导的神经电极结构示意图[72]; (B)集发光二极管、光电探测器和温度传感器于一体的神经电极结构示意图[73]

　　Fig.5 (A) Schematic of neural electrode integrated SU-8 optical waveguide[72]; (B) Structural schematic of neural electrode integrating light-emitting diode, photodetector and temperature sensor[73]

　　在柔性电极的研制方面, Wei等[83]利用光学曝光和电子束曝光相结合的方式制备了通道数为8和16的多通道柔性电极。其中金为导电层,SU-8为上下绝缘层,整个器件层厚度大约为1 μm。将导线和记录点分布在不同平面提高了空间利用率,减小了电极尺寸,增大了电极密度。PEDOT修饰记录点后将电化学阻抗降到500 KΩ@1 KHz以下,信噪比最高可达到19。植入体内两个月后的切片观察结果显示,周围几乎没有形成组织包裹,神经细胞与柔性电极很好地交融在一起。Lieber研究组[84]设计制备了柔性网状神经电极,电极采用SU-8为绝缘层,以金铂为导电层,记录点直径为20 μm。在网状结构的节点上排布了32、64和128导的柔性神经电极,利用空心针头将网状电极压缩后注射植入进颅内,之后网状结构自行伸展,以记录大范围内的神经元放电信号。在此基础上,该研究组[2]仿照神经元的结构形态制备了类神经元电极,该电极是以SU-8为上下绝缘层、金铂为导电层的网状三明治结构。记录点形状和尺寸与植入部位的神经元相仿,电极体的弯曲刚度与神经轴突处于同样数量级,电极阻抗约为500 KΩ@1 KHz。将电极立体注射到生物体内,3个月后并未发现明显的神经元数量减少,以及星形胶质细胞和小胶质细胞的增加。这种柔性薄膜电极引起的组织损伤和免疫反应小。该研究还提供了新生神经元向这种电极附近迁移的证据。

　　柔性薄膜电极显示了良好的生物相容性,但柔性薄膜电极为匹配脑组织的弹性模量而牺牲了刚性,导致无法直接植入。除了上面提到的注射植入方法,为了解决柔性电极植入问题, Kil等[82]使用右旋糖酐葡聚糖作为暂时加固材料辅助柔性电极(Parylene C为绝缘层,金属铂为导电层)植入,葡聚糖涂层植入后被溶解吸收。电极植入体内4个月后,组织学检查在植入区域附近发现少量的胶质瘢痕产生,并在体内葡聚糖溶解区域发现了活体神经元,表明了这种辅助植入材料不会对植入部位的神经元造成损伤。Guan等[6]提出了一种称为神经流苏的电极,将分离制作的多条细丝状柔性电极浸入融化后的聚乙二醇(Polyethylene glycol,PEG),利用液固界面的表面张力在拉出时将16根丝状电极固定成一束,待PEG固化变硬后辅助流苏电极植入。电极植入后,PEG被脑液溶解,柔性神经纤维束释放。植入5周后,观察切片发现,相较于硅电极,神经流苏电极周围有更少的小胶质细胞和星形胶质细胞,证明柔性的神经流苏电极具有更好的生物相容性。Zhao等[62]提出了柔性电子涂层的概念(Nanoelectronic coating,NEC),制备出了厚度小于1 μm、 包含32导的柔性电极。由于电极的杨氏模量极小,仅利用水的表面张力即可将NEC电极吸附在光纤或其它辅助植入的探针上,待水干后,电极仍可稳定地粘附在辅助植入探针表面。该研究将微型通道给药器和光纤作为柔性电极的辅助植入工具,在解决柔性电极植入问题的同时,又增加了电极的功能。无论是利用工具辅助植入,还是通过涂覆可在硬软两相之间转变的材料辅助植入,柔性的电极的植入仍是一个需要解决的技术难点。

　　尽管薄膜柔性电极的生物相容性得到了极大的改善,但柔性薄膜电极,特别是基于超薄聚合物材料的柔性电极,其在体内工作超过一年后的记录状态尚未见报道。基于超薄聚合物柔性材料制备的薄膜电极,其本身的长期可靠性还需进一步提高。

　　4、 结 论

　　多通道神经微电极作为脑科学研究的工具,对推动脑认识的进展发挥了重要的作用[85,86,87]。在神经工程研究方面,刺激型神经微电极已经应用在帕金森等疾病的治疗上。在多通道记录神经微电极的应用方面,尽管早期的临床实验展示了其在提取运动皮层信息、用于假肢控制的可行性,给高位截瘫、渐冻症等病人的康复和生活自理带去了希望[17,37,88,89],但无论是在生物相容性、稳定性,还是在获取的信息通量方面,多通道植入神经微电极技术还面临着许多问题,其走向临床应用还有许多关键技术亟待突破。

　　首先是电极的记录点分布问题,目前包含1000个记录点的电极还处在技术发展的早期,其在植入端的电极记录点只能集中分布在大脑中某一个或几个位置,如何将这1000个,甚至更多的记录点分散到不同的脑区以实现对不同部位的信息抽样,还存在着较大的困难。其次是电极信号的引出或接口问题,如果将每个记录点所记录的全部神经信息无损传出,需将记录点通过引线一一连接到放大及处理电路上,即便是在集成了放大及模数转换电路的电极上,受电路面积、功耗和传输带宽的限制,多通道电极的接口部分的尺寸仍难以满足要求。在数量众多的记录点和有限的放大通道之间采用开关选通的方案可缓解这一矛盾,但终究无法满足同时记录更多神经元的需求。一些新出现的材料和传感器技术,如通过光或电激励驱动的聚合物,利用其引导柔性电极,或许可实现电极记录点在体内的自主移动,解决电极记录点在体内的分散排布问题[90,91]; 利用对电场高敏感的液晶材料制备成高通量电极[92,93],每个记录点在神经电作用下会有透光性的变化,利用光成像的读出方法可同时观察成千甚至上万个神经元的活动,解决多通道神经电极的扇出问题。

　　从电极记录通道数的增长来看,薄膜电极在通道数扩展方面还有一定的增加空间。由于微电子技术加工极限宽度低于10 nm,借助先进的集成电路加工工艺或纳米加工技术,薄膜神经微电极的集成通道数,无论是在硅还是柔性聚合物基底上,都有希望大幅度提高。相信随着材料技术、集成技术和封装技术的不断发展,未来能够制备可记录百万神经元[10]的植入式多通道电极。

　　参考文献

　　[1] Buzsáki G R,Stark E,Berényi A,Khodagholy D,Kipke D R,Yoon E,Wise K D.Neuron,2015,86(1):92-105
　　[2] Yang X,Zhou T,Zwang T J,Hong G,Zhao Y,Viveros R D,Fu T M,Gao T,Lieber C M.Nat.Mater.,2019,18(5):510-517
　　[3] Ajiboye A B,Willett F R,Young D R,Memberg W D,Murphy B A,Miller J P,Walter B L,Sweet J A,Hoyen H A,Keith M W,Peckham P H,Simeral J D,Donoghue J P,Hochberg L R,Kirsch R F.Lancet,2017,389(10081):1821-1830
　　[4] Chen S,Pei W,Qiang G,Tang R,Chen Y,Zhao S,Wang H,Chen H.Sens.Actuators A,2013,193(15):141-148
　　[5] Wang M H,Ji B W,Gu X W,Tian H C,Kang X Y,Yang B,Wang X L,Chen X,Li C Y,Liu J Q.Biosens.Bioelectron.,2018,99:99-107
　　[6] Guan S,Wang J,Gu X,Zhao Y,Hou R,Fan H,Zou L,Gao L,Du M,Li C,Fang Y.Sci Adv.,2019,5(3):eaav2842
　　[7] Heim M,Yvert B,Kuhn A.J.Physiol.Paris,2012,106(3-4):137-145
　　[8] Cui X Y,Martin D C.Sens.Actuators B,2003,89(1-2):92-102
　　[9] Boehler C,Stieglitz T,Asplund M.Biomaterials,2015,67:346-353
　　[10] Alivisatos A P,Chun M,Church G M,Greenspan R J,Roukes M L,Yuste R.Neuron,2012,74(6):970-974
　　[11] Iii R H O,Wise K D.IEEE J.Soli-St.Circ.,2005,40(12):2796-2804
　　[12] Raducanu B C,Yazicioglu R F,Lopez C M,Ballini M,Putzeys J,Wang S,Andrei A,Rochus V,Welkenhuysen M,Helleputte N V,Musa S,Puers R,Kloosterman F,Hoof C V,Fiath R,Ulbert I,Mitra S.Sensors (Basel),2017,17(10):2388
　　[13] Mora Lopez C,Putzeys J,Raducanu B C,Ballini M,Wang S,Andrei A,Rochus V,Vandebriel R,Severi S,van Hoof C,Musa S,van Helleputte N,Yazicioglu R F,Mitra S.IEEE Trans.Biomed.Circuits Syst.,2017,11(3):510-522
　　[14] Du J,Blanche T J,Harrison R R,Lester H A,Masmanidis S C.PLoS One,2011,6(10):e26204
　　[15] Rios G,Lubenov E V,Chi D,Roukes M L,Siapas A G.Nano Lett.,2016,16(11):6857-6862
　　[16] Johnson M D,Franklin R K,Gibson M D,Brown R B,Kipke D R.J.Neurosci.Methods,2008,174(1):62-70
　　[17] Salanova V.Epilepsy Behav.,2018,88S:21-24
　　[18] Drobisz D,Damborska A.Behav.Brain.Res.,2019,359:266-273
　　[19] Lake W,Hedera P,Konrad P.Neurosurg.Clin.N.Am.,2019,30(2):147-159
　　[20] Palmer C.Brain Res Bull.,1978,3(3):285-289
　　[21] Strumwasser F.Science,1958,127(3296):469-470
　　[22] Sonnhof U,Richter D W,Steinberg R.Pflugers Arch.,1975,360(1):45-48
　　[23] Tsai M L,Yen C T.J.Neurosci.Methods,2003,131(1-2):107-110
　　[24] MA Xiao-Yu,ZHANG Yi-Yao,WANG Li-Na,LIN Long-Nian.Acta physiol.Sin.,2013,65(6):637-646马晓宇,张艺瑶,王丽娜,林龙年.生理学报,2013,65(6):637-646
　　[25] Tang Shi-Ming.CN03159801.3,China Patent,2003唐世明.CN03159801.3,中国专利,2003
　　[26] Fofonoff T,Martel S,Wiseman C,Dyer R,Hunter I,Hatsopoulos N,Donoghue J.Engineering in Medicine & Biology Conference & the Fall Meeting of the Biomedical Engineering Society Conference,2002,3:2107-2108
　　[27] Campbell P K,Jones K E,Huber R J,Horch K W,Normann R A.IEEE Trans.Biomed.Eng.,1991,38(8):758-768
　　[28] Robbinsand H,Schwartz B.J.Electrochem.Soc.,1959,107(2):108-111
　　[29] Schwartz B,Robbin H.J.Electrochem.Soc.,1976,123(12):1903-1909
　　[30] Robbins H,Schwartz B.J.Electrochem.Soc.,1959,106(5):505-508
　　[31] Jones K E,Campbell P K,Normann R A.Ann.Biomed.Eng.,1992,20(4):423-437
　　[32] Normann R A,Maynard E M,Rousche P J,Warren D J.Vision.Res.,1999,39(15):2577-2587
　　[33] Branner A,Normann R A.Brain Res.Bull.,2000,51(4):293-306
　　[34] Kim S J,Manyam S C,Warren D J,Normann R A.Ann.Biomed.Eng.,2006,34(2):300-309
　　[35] Nordhausen C T,Rousche P J,Normann R A.Brain Res.,1994,637(1-2):27-36
　　[36] Rousche P J,Normann R A.J.Neurosci.Method,1998,82(1):1-15
　　[37] Homer M L,Nurmikko A V,Donoghue J P,Hochberg L R.Annu.Rev.Biomed.Eng.,2013,15(15):383-405
　　[38] Hochberg L R,Bacher D,Jarosiewicz B,Masse N Y,Simeral J D,Vogel J,Haddadin S,Liu J,Cash S S,van der Smagt P,Donoghue J P.Nature,2012,485(7398):372-37
　　[39] Chadwick E K,Blana D,Simeral J D,Lambrecht J,Kim S P,Cornwell A S,Taylor D M,Hochberg L R,Donoghue J P,Kirsch R F.J.Neural.Eng.,2011,8(3):034003
　　[40] Hochberg L R,Serruya M D,Friehs G M,Mukand J A,Saleh M,Caplan A H,Branner A,Chen D,Penn R D,Donoghue J P.Nature,2006,442(7099):164-171
　　[41] Zhao S,Pei W,Zhao H,Wang Y,Chen S,Chen Y,Zhang H,Guo D,Gui Q,Chen H.Sci.China Technol.Sci.,2014,58(2):346-351
　　[42] Najafi K,Wise K D,Mochizuki T.IEEE T.Electron.Dev.,1985,32(7):1206-1211
　　[43] Ji J,Wise K D.IEEE J.Soli-St.Circ.,1992,27(3):433-443
　　[44] Perlin G E,Sodagar A M,Wise K D.International Conference of the IEEE Engineering in Medicine & Biology Society,2016:2982-2985
　　[45] Kim C,Wise K D.Symposium on Vlsi Circuits,Digest of Technical Papers,1994:97-98
　　[46] Ghovanloo M,Wise K D,Najafi K.International IEEE Embs Conference on Neural Engineering,2003:138-141
　　[47] Wise K D,Sodagar A M,Yao Y,Gulari M N,Perlin G E,Najafi K.P IEEE.,2008,96(7):1184-1202
　　[48] Gingerich M D,Hetke,J F,Anderson,D J,Wise K D.The 11th International Conference on Solid-State Sensorsand Actuators,2001:416-419
　　[49] Wise K D,Najafi K.Science,1991,254(5036):1335-1342
　　[50] Najafi K,Wise K D.IEEE J.Soli-St.Circ.,1986,21(6):1035-1044
　　[51] Bai Q,Wise K D.International Conference of the IEEE Engineering in Medicine & Biology Society,1998,4:1826-1829
　　[52] Fay B.Microelectron.Eng.,2002,61-2(2):11-24
　　[53] Bonakdar A,Rezaei M,Brown R L,Fathipour V,Dexheimer E,Jang S J,Mohseni H.Opt.Lett.,2015,40(11):2537-2540
　　[54] Brunsvold W R,Crockatt D M,Hefferon G J,Lyons C F.Opt.Eng.,1987,26(4):330-336
　　[55] Maile B E,Henschel W,Kurz H,Rienks B,Polman R,Kaars P.International Microprocesses & Nanotechnology Conference,2002:254-255
　　[56] Pavel E,Jinga S,Andronescu E,Vasile B S,Kada G,Sasahara A,Tosa N,Matei A,Dinescu M,Dinescu A,Vasile O R.Opt.Commun.,2013,291(6):259-263
　　[57] Brodie I,Westerberg E R,Cone D R,Muray J J,Williams N,Gasiorek L.IEEE Transact.Electron Dev.,1981,28(11):1422-1428
　　[58] Jun J J,Steinmetz N A,Siegle J H,Denman D J,Bauza M,Barbarits B,Lee A K,Anastassiou C A,Andrei A,Aydin C,Barbic M,Blanche T J,Bonin V,Couto J,Dutta B,Gratiy S L,Gutnisky D A,Hausser M,Karsh B,Ledochowitsch P,Lopez C M,Mitelut C,Musa S,Okun M,Pachitariu M,Putzeys J,Rich P D,Rossant C,Sun W L,Svoboda K,Carandini M,Harris K D,Koch C,O'keefe J,Harris T D.Nature,2017,551(7679):232-236
　　[59] Scholvin J,Kinney J P,Bernstein J G,Moore-Kochlacs C,Kopell N,Fonstad C G,Boyden E S.IEEE Trans.Biomed.Eng.,2016,63(1):120-130
　　[60] Herbawi A S,Kiessner L,Paul O,Ruther P.International Conference on Solid-state Sensors,2017:20-23
　　[61] Dun N J,Mo N.J.Physiol.,1989,410(1):267-28
　　[62] Zhao Z,Luan L,Wei X,Zhu H,Li X,Lin S,Siegel J J,Chitwood R A,Xie C.Nano Lett.,2017,17(8):4588-4595
　　[63] Bernstein J G,Boyden E S.Trend.Cogn.Sci.,2011,15(12):592-600
　　[64] Rohatgi P,Langhals N B,Kipke D R,Patil P G.Neurosurg.Focus.,2009,27(1):E8
　　[65] Zhang F,Wang L P,Brauner M,Liewald J F,Kay K,Watzke N,Wood P G,Bamberg E,Nagel G,Grottschalk A.Deisseroth K.Nature,2007,446(7136):633-639
　　[66] Boyden E S,Zhang F,Bamberg E,Nagel G,Deisseroth K.Nat.Neurosci.,2005,8(9):1263-1268
　　[67] Zhang F,Wang L P,Boyden E S,Deisseroth K.Nat.Method.,2006,3(10):785-792
　　[68] Adamantidis A R,Zhang F,Aravanis A M,Deisseroth K,De Lecea L.Nature,2007,450(7168):420-424
　　[69] Wu F,Stark E,Ku P C,Wise K D,Buzsáki G,Yoon E.Nature,2015,88(6):1136-1148
　　[70] WANG Fei,ZHANG Xue-Lian,PEI Wei-Hua,CHEN Hong-Da.Semicond.Opt.,2018,39(5):68-71王飞,张雪莲,裴为华,陈弘达.半导体光电,2018,39(5):68-71
　　[71] Chen S,Pei W,Gui Q,Chen Y,Zhao S,Wang H,Chen H.J.Neural.Eng.,2013,10(4):046020
　　[72] Cho I J,Baac H W,Yoon E.IEEE International Conference on Micro Electro Mechanical Systems,2010:995-998
　　[73] Kim T I,Mccall J G,Jung Y H,Huang X,Siuda E R,Li Y,Song J,Song Y M,Pao H A,Kim R H,Lu C,Lee S D,Song I S,Shin G,Al-Hasani R,Kim S,Tan M P,Huang Y,Omenetto F G,Rogers J A,Bruchas M R.Science,2013,340(6129):211-216
　　[74] Polikov V S,Tresco P A,Reichert W M.J.Neurosci.Methods,2005,148(1):1-18
　　[75] Schmidt S,Horch K,Normann R.J.Biomed.Mater.Res.,1993,27(11):1393-1399
　　[76] Giordana M T,Attanasio A,Cavalla P,Migheli A,Vigliani M C,Schiffer D.Neuropathol.Appl.Neurobiol.,1994,20(2):163-174
　　[77] Szarowski D H,Andersen M D,Retterer S,Spence A J,Isaacson M,Craighead H G,Turner J N,Shain W.Brain Res.,2003,983(1-2):23-35
　　[78] Fujita T,Yoshimine T,Maruno M,Hayakawa T.Acta Neurochir (Wien) .,1998,140(3):275-279
　　[79] Mccreery D,Pikov V,Troyk P R.J.Neural Engineer.,2010,7(3):036005
　　[80] Lee Y,Kong C,Chang J W,Jun S B.J.Korean Med.Sci.,2019,34(4):e2
　　[81] Du Z J,Kolarcik C L,Kozai T D Y,Luebben S D,Sapp S A,Zheng X S,Nabity J A,Cui X T.Acta Biomater.,2017,53:46-58
　　[82] Kil D,Bovet Carmona M,Ceyssens F,Deprez M,Brancato L,Nuttin B,Balschun D,Puers R.Micromachines (Basel),2019,10(1):61
　　[83] Wei X,Luan L,Zhao Z,Li X,Zhu H,Potnis O,Xie C.Adv.Sci.,2018,5(6):1700625
　　[84] Fu T M,Hong G,Viveros R D,Zhou T,Lieber C M.Proc.Natl.Acad.Sci.USA,2017,114(47):E10046-E10055
　　[85] O'doherty J E,Lebedev M A,Ifft P J,Zhuang K Z,Shokur S,Bleuler H,Nicolelis M A.Nature,2011,479(7372):228-231
　　[86] Hubel D H,Wiesel T N.J.Physiol.,1969,202(1):251-260
　　[87] Nakazawa K,Mchugh T J,Wilson M A,Tonegawa S.Nat.Rev.Neurosci.,2004,5(5):361-372
　　[88] Khan I S,D'agostino E N,Calnan D R,Lee J E,Aronson J P.World Neurosurg.,2019,126:638-646
　　[89] Ethier C,Oby E R,Bauman M J,Miller L E.Nature,2012,485(7398):368-371
　　[90] Lu X,Zhang H,Fei G,Yu B,Tong X,Xia H,Zhao Y.Adv.Mater.,2018,30(14):e1706597
　　[91] Rogóz M,Zeng H,Xuan C,Wiersma D S,Wasylczyk P.Adv.Opt.Mater.,2016,4(11):1902-1902
　　[92] Brodzeli Z,Silvestri L,Michie A,Guo Q,Pozhidaev E P,Chigrinov V,Ladouceur F.Liq.Cryst.,2013,40(10):1427-1435
　　[93] Brodzeli Z,Silvestri L,Michie A,Guo Q,Pozhidaev E P,Chigrinov V,Ladouceur F.J.Lightwave.Technol.,2013,31(17):2940-2946