很多研究证明植物能够释放甲醇，同时也可进行代谢和利用甲醇。Ｃｏｓｓｉｎｓ研究发现植物能够将１４Ｃ标记的甲醇转化为１４Ｃ标记的ＣＯ２，１４Ｃ标记出现在糖和氨基酸［主要是丝氨酸（Ｓｅｒ）和甲硫氨酸（Ｍｅｔ）］中，据此推测甲醇在高等植物中可以在ＮＡＤ依赖的甲醛脱氢酶（ＦＡＬＤＨ）、Ｓ－甲酰谷胱甘肽水 解 酶 （ＦＧＨ）和ＮＡＤ依 赖 的 甲 酸 脱 氢 酶（ＦＤＨ）构成的代谢途径中被氧化成甲醛、甲酸和ＣＯ２，随后ＣＯ２进入卡尔文循环被同化为葡萄糖。１３Ｃ－ＮＭＲ研究发现１３Ｃ－甲醇进入悬铃木细胞后被慢慢地代谢为１３Ｃ－Ｓｅｒ、１３Ｃ－Ｍｅｔ及１３Ｃ－卵磷脂。１３Ｃ－甲醇的同化可能通过亚甲基四氢叶酸（ＣＨ２－ＴＨＦ）和腺苷甲硫氨酸进行。另外，１３Ｃ－甲醇在悬铃木细胞中还被同化为甲基－β－Ｄ－吡喃葡萄糖苷（１３ＣＨ３－β－Ｄ－ｇｌｕｃｏｐｙｒａｎｏｓｉｄｅ）。
在应用方面，甲醇能促进植物的生长已在藻类植物、双子叶植物和单子叶植物中得到证实。研究结果说明叶面施用甲醇不仅可以增加作物产量，而且能缓解干旱环境中农作物的干旱胁迫症状并减少灌溉需水量。此外，叶片喷洒甲醇还促进观赏植物开花，缩短植物生育期。但是关于甲醇刺激植物生长的大多数研究只是集中在形态或生理层面，对其机理研究不多。目前关于甲醇影响植物生长的机制主要有以下几种假说或推测：碳源假说、增强光合作用并抑制光呼吸假说、推动钙离子（Ｃａ２＋）由成熟组织向新生组织转移和影响激素生成。
因为甲醇在植物体内可依次被氧化生成甲醛、甲酸和ＣＯ２，因此碳源假说认为喷施于植物叶面的甲醇通过气孔或直接穿过叶片表皮进入植物细胞，其氧化反应最终提高了叶片细胞内ＲｕＢｉｓｃｏ附近的ＣＯ２浓度，从而能成功地与氧竞争ＲｕＢｉｓｃｏ的活性位点，增强植物对ＣＯ２的同化作用，为植物生长和繁殖提供更多的有机物。
在上述假说中，碳源假说是目前得到试验支持证据最多的假说。但对于碳源假说有部分学者提出质疑，认为喷施甲醇时能真正施用到单株植物上的甲醇很少，若作为碳源起作用，促进植物生长的效果不会如此显着。矮牵牛是一种在植物学领域广泛应用的模式观赏植物，本研究首先考察叶施不同浓度的甲醇对矮牵牛生长的影响，之后为了排除微生物的干扰，在无菌条件下于ＭＳ固体培养基中添加不同浓度的甲醇，进一步验证甲醇的应用对矮牵牛生长的影响，最后利用１３Ｃ－ＮＭＲ技术分析矮牵牛代谢中１３Ｃ－标记甲醇的代谢机制，以考察矮牵牛甲醇代谢作用与甲醇刺激其生长的相关性，对碳源假说进行验证。
１材料和方法
１．１材料培养与处理
本研究使用的试验材料是矮牵牛（Ｐｅｔｕｎｉａ ｈｙ－ｂｒｉｄａ Ｌ．）。矮牵牛的种子经过表面消毒后播种于ＭＳ蔗糖培养基上，然后置于组培室持续光照条件下进行无菌培养，３周后进行甲醇处理和相关指标测定。
１．２测定指标及方法
１．２．１形态和生长指标
将无菌培养的矮牵牛幼苗移栽到装有腐殖土和珍珠岩的小花盆中进行盆栽培养，每盆植入大小一致的小苗３株。１周后，用塑料袋套住花盆避免甲醇溶液渗入土壤，然后分别用浓度为５％、１０％的甲醇和蒸馏水（对照，ＣＫ１）均匀喷洒于叶面上，每盆植物喷洒溶液２０ｍＬ，每周２次，持续５周后观察其植株形态变化。为了排除微生物的影响，在无菌培养条件下进行甲醇处理。选取大小一致的矮牵牛幼苗，剪取有３个叶片的顶芽，分别插入添加了２和６ｍｍｏｌ／Ｌ甲醇的ＭＳ固体培养基（ｐＨ ５．７，含２％蔗糖）上，持续光照下培养，以不添加甲醇的ＭＳ固体培养基上生长的顶芽为对照（ＣＫ２）。培养２周后，取出幼苗观察生长情况并测量鲜重，计算相对生长率。
相对生长率＝（２周后鲜重－初始鲜重）／初始鲜重
１．２．２叶绿素含量
将无菌培养的矮牵牛幼苗分别转接到添加有２和６ｍｍｏｌ／Ｌ甲醇的ＭＳ固体培养基上，按照１．２．１中条件培养３周后收集叶片，在液氮中充分研磨，用９５％的乙醇抽提，然后用紫外分光光度法测定叶绿素含量。分别测定６６５ｎｍ和６４９ｎｍ处的光吸收值（Ａ６６５、Ａ６４９），根据下述公式计算总叶绿素、叶绿素ａ和ｂ的浓度：
叶绿素ａ（ｍｇ／Ｌ）＝１３．９５×Ａ６６５－６．８８×Ａ６４９
叶绿素ｂ（ｍｇ／Ｌ）＝２４．９６×Ａ６４９－７．３２×Ａ６６５
总叶绿素浓度＝叶绿素ａ＋叶绿素ｂ
叶绿素含量（ｍｇ／ｇ，鲜重）＝（色素浓度×提取液体积×稀释倍数）／（样品鲜重×１ ０００）
１．２．３丙二醛、过氧化氢及羰基化蛋白质含量
矮牵牛幼苗分别在添加有２和６ｍｍｏｌ／Ｌ甲醇的ＭＳ固体培养基上按照１．２．１中条件处理３ｄ后收集叶片，在液氮中充分研磨，采用硫代巴比妥酸酸法测定丙二醛（ＭＤＡ）含量，采用二甲酚橙法进行测定过氧化氢（Ｈ２Ｏ２）含量，采用２，４－二硝基苯肼（ＤＮＰＨ）法［１２］测定羰基化蛋白（ＰＣ）含量。
１．２．４代谢物相对含量
（１）１３ＣＨ３ＯＨ标记试验矮牵牛幼苗先在含有蔗糖的ＭＳ固体培养基上培养６周，在无菌条件下取出置于添加２或６ｍｍｏｌ／Ｌ１３ＣＨ３ＯＨ的ＭＳ固体培养基中，在同样的温度、光照条件下处理３ｄ，然后采集叶片２ｇ，液氮速冻备用。为了观察叶片中１３ＣＨ３ＯＨ的积累，取部分矮牵牛叶片在液氮中充分研磨，１２ ０００ｒ／ｍｉｎ，４ ℃离心２０ｍｉｎ，取上清用于１３Ｃ－ＮＭＲ分析。
（２）代谢产物的抽提为了富集含量低的代谢中间产物，植物材料在液氮中研磨，加１．５ｍＬ １００ｍｍｏｌ／Ｌ磷酸钾缓冲液（ＫＰＢ，ｐＨ ７．４）抽提，经沸水浴处理３ｍｉｎ，１２ ０００ｒ／ｍｉｎ，４℃离心２０ｍｉｎ。取上清液真空冷冻干燥，然后用０．６ ｍＬ １００ ｍｍｏｌ／ＬＫＰＢ缓冲液溶解。１２ ０００ｒ／ｍｉｎ，４ ℃离心５ｍｉｎ，上清用于１３Ｃ－ＮＭＲ分析。
（３）１３Ｃ－ＮＭＲ分析１３Ｃ－ＮＭＲ分析在布鲁克核磁共振仪（ＤＲＸ ５００－ＭＨｚ）上进行，使用的相关参数如下：宽带质子去耦，５ｍｓ（９０°）脉冲，谱宽３７ ５９４Ｈｚ，采样时间０．５ｓ，延滞时间１．２ｓ，样品温度保持在２５ ℃，每 个 样 品 采 集３２ ０００个 数 据 点，扫 描１ ２００次，处理数据时线宽为４Ｈｚ。标记样品中的化学位移参照甲酰胺共振峰（Ｒｅｆ，１６６．８５ｐｐｍ）。１３Ｃ－ＮＭＲ谱中共振峰的归属参考已知化合物的１３Ｃ－ＮＭＲ谱。在计算不同样品中各代谢物的相对含量时，目标共振峰以甲酰胺（Ｒｅｆ）为内参进行积分。
１．３数据分析
各项生理指标的检测均进行３次生物学重复，采用统计学分析软件ＳＰＳＳ １６．０进行单因素方差分析（Ｐ＜０．０５）。图中数据间标有不同字母表示差异达显着水平。
２结果与分析
２．１施用甲醇对矮牵牛生长表型和生物量积累的影响
分别用５％和１０％甲醇溶液喷施盆栽矮牵牛叶面，５周后，与对照（ＣＫ１）相比，喷施５％甲醇的植株个体较大，叶片厚而挺拔，叶柄较长且粗，而喷施１０％甲醇的植株个体较ＣＫ１要小，且叶片发黄（图１）。说明叶片喷施５％甲醇能显着促进矮牵牛的生长，而喷施１０％甲醇表现出生长抑制效应。
由于盆栽植物叶片表面存在大量细菌，可能会影响喷施甲醇的效果。为了排除微生物的干扰，在ＭＳ培养基中分别加入２ｍｍｏｌ／Ｌ（Ⅰ）和６ｍｍｏｌ／Ｌ（Ⅱ）ＣＨ３ＯＨ（下同），然后把组培苗移栽到培养基上，以不添加甲醇的培养基上的植株为对照（ＣＫ２），培养３周后观察添加不同浓度的ＣＨ３ＯＨ对矮牵牛生长状况以及生物量积累的影响。结果表明，在含有ＣＨ３ＯＨ的ＭＳ培养基上生长的矮牵牛再生根比ＣＫ２更粗壮更长，两种浓度的ＣＨ３ＯＨ均未对矮牵牛幼苗造成明显可见的损伤（图２，Ａ）。鲜重测量结果表明，在添加２ｍｍｏｌ／Ｌ甲醇培养基上生长的植株鲜重 相 对 增 长 率 显 着 高 于ＣＫ２，添 加６ ｍｍｏｌ／ＬＣＨ３ＯＨ处理仅略高于ＣＫ２（图２，Ｂ）。以上结果说明，在无菌培养条件下，根部施用２ｍｍｏｌ／Ｌ ＣＨ３ＯＨ能够显着促进矮牵牛幼苗的生长，当外源性ＣＨ３ＯＨ浓度达到６ｍｍｏｌ／Ｌ时促进效果降低。
２．２施用甲醇对矮牵牛幼苗生理生化特性的影响
２．２．１叶绿素含量 叶绿素含量与植物的光合速率密切相关，是植物生长状况的一个反映。在ＭＳ培养基上添加２ｍｍｏｌ／Ｌ ＣＨ３ＯＨ使矮牵牛中叶绿素ａ、叶绿素ｂ和总叶绿素含量均比对照（ＣＫ２）显着增加，叶绿素ａ／ｂ比值也有所增加，但未达到显着差异水平；而添加６ｍｍｏｌ／Ｌ ＣＨ３ＯＨ使矮牵牛叶片中 叶绿素ａ含量比对照有所降低，但叶绿素ｂ和总叶绿素含量有一定程度升高，叶绿素ａ／ｂ比对照显着降低 （图３，Ａ～Ｄ）。
２．２．２ Ｈ２Ｏ２、羰基化蛋白（ＰＣ）和ＭＤＡ含量 与ＣＫ２相比，添加２ｍｍｏｌ／Ｌ ＣＨ３ＯＨ使矮牵牛叶片中ＭＤＡ含 量 显 着 降 低１２％，而 添 加６ ｍｍｏｌ／ＬＣＨ３ＯＨ使ＭＤＡ含量升高８％，但未达到显着水平（图４，Ａ）；培养基中添加２和６ｍｍｏｌ／Ｌ ＣＨ３ＯＨ分别使矮牵牛叶片中Ｈ２Ｏ２含量分别显着升高８％和１７％（图４，Ｂ）；培养基中添加２ｍｍｏｌ／Ｌ ＣＨ３ＯＨ对矮牵牛叶片中ＰＣ含量无显着影响，而添加６ｍｍｏｌ／ＬＣＨ３ＯＨ使矮牵牛叶片ＰＣ含量显着升高２０％（图４，Ｃ）。这些结果说明在ＭＳ培养基上添加低浓度（２ｍｍｏｌ／Ｌ）ＣＨ３ＯＨ对矮牵牛没有产生氧化胁迫，而添加高浓度（６ｍｍｏｌ／Ｌ）ＣＨ３ＯＨ则产生较为强烈的氧化胁迫，对矮牵牛叶片膜脂和蛋白质产生一定程度的氧化损伤，这可能是高浓度ＣＨ３ＯＨ对矮牵牛生长促进作用降低的原因之一。
２．３ ＭＳ培养基上不同浓度甲醇在矮牵牛中的代谢作用
为了考察矮牵牛代谢甲醇的机制，在固体ＭＳ培养基上分别添加２和６ｍｍｏｌ／Ｌ１３ＣＨ３ＯＨ，把长根的矮牵牛移栽到上述培养基上处理７２ｈ，然后抽提 其细胞汁液，用１３Ｃ－ＮＭＲ分析其代谢谱。结果在１３ＣＨ３ＯＨ处理植株叶片的细胞汁液中可以观察到有游离的１３ＣＨ３ＯＨ信号峰（图５，Ａ）出现（游离甲醇信号峰均随使用甲醇浓度的升高而增加），但是没有观察到甲醛（Ｈ１３ＣＨＯ）和甲酸（Ｈ１３ＣＯＯＨ）的信号峰，可能是由于样品没有浓缩，而使这两种产物的含量较低不足以检测到。同时，为了确认在矮牵牛中１３ＣＨ３ＯＨ的代谢是否会产生Ｈ１３ＣＨＯ和Ｈ１３ＣＯＯＨ，对６ｍｍｏｌ／Ｌ１３ＣＨ３ＯＨ处理２４ｈ的矮牵牛代谢中间产物用ＫＰＢ抽提浓缩，结果１３Ｃ－ＮＭＲ谱中没有出现游离的１３ＣＨ３ＯＨ信号峰，但可以观察到较弱的Ｈ１３ＣＨＯ和Ｈ１３ＣＯＯＨ信号峰（图５，Ａ），证实在矮牵牛中１３ＣＨ３ＯＨ的代谢产生了Ｈ１３ＣＨＯ和Ｈ１３ＣＯＯＨ。矮牵牛中游离葡萄糖［Ｕ－１３Ｃ］Ｇｌｕｃ和果糖［Ｕ－１３Ｃ］Ｆｒｕｃ信号峰的强度在２ｍｍｏｌ／Ｌ１３ＣＨ３ＯＨ代谢谱中分别达到ＣＫ２的２．９和３．４倍，而在６ｍｍｏｌ／Ｌ１３ＣＨ３ＯＨ的代谢谱中则进一步升高至ＣＫ２的５．７和５．４倍（图５，Ｂ、Ｃ）。这些结果说明在矮牵牛中１３ＣＨ３ＯＨ可被同化为［Ｕ－１３Ｃ］Ｇｌｕｃ和［Ｕ－１３Ｃ］Ｆｒｕｃ。
同时，在ＣＫ２中有较弱的［３－１３Ｃ］Ｓｅｒ信号峰，且在１３ＣＨ３ＯＨ代 谢 过 程 中 ［３－１３Ｃ］Ｓｅｒ的 信 号 峰 随１３ＣＨ３ＯＨ浓度的升高而显着增强（图５，Ｄ），在２和６ｍｍｏｌ／Ｌ１３ＣＨ３ＯＨ代谢谱中分别达到ＣＫ２的３．５和７．８倍（图５，Ｅ）。在ＣＫ２中并无［２－１３Ｃ］Ｓｅｒ和［２－１３Ｃ］Ｇｌｙ的信号峰，在２ｍｍｏｌ／Ｌ１３ＣＨ３ＯＨ代谢谱中出 现 ［２－１３Ｃ］Ｓｅｒ的 信 号 峰，而 在６ ｍｍｏｌ／Ｌ１３ＣＨ３ＯＨ代谢谱中出现［２－１３Ｃ］Ｇｌｙ的信号峰，同时［２－１３Ｃ］Ｓｅｒ的信号峰显着增强（图５，Ｄ），其信号强度达到ＣＫ２的１３倍（图５，Ｆ）。这些结果说明在矮牵牛中１３ＣＨ３ＯＨ的代 谢 产 生 大 量 的 ［３－１３Ｃ］Ｓｅｒ、［２－１３Ｃ］Ｓｅｒ和少量的［２－１３Ｃ］Ｇｌｙ。在ＣＫ２中含量最丰 富 的Ｎ－转 运 氨 基 酸 是Ｇｌｎ，在２ ｍｍｏｌ／Ｌ１３ＣＨ３ＯＨ标记７２ｈ后，［Ｕ－１３Ｃ］Ｇｌｎ的信号峰强度有所 降 低，在６ ｍｍｏｌ／Ｌ１３ＣＨ３ＯＨ标 记７２ｈ后［Ｕ－１３Ｃ］Ｇｌｎ的信号峰显着增强，其相对含量达到ＣＫ２样品中的２．２倍（图５，Ｇ），表明有１３Ｃ代谢流进入Ｇｌｎ碳骨架的合成。
３讨论
有些研究发现同样浓度的ＣＨ３ＯＨ在叶片喷施能促进植物生长，当采用根部灌溉时却显着抑制植物的生长，因此有很多学者对ＣＨ３ＯＨ刺激植物生长作用的重复性提出质疑。Ｈｅｍｍｉｎｇ总结很多研究的结果提出，植物对外源性ＣＨ３ＯＨ的应答是一个十分复杂的过程，ＣＨ３ＯＨ的处理时间、植物对ＣＨ３ＯＨ的吸收量、不同组织对ＣＨ３ＯＨ的敏感度差异甚至某些甲基营养菌的存在可能都是影响外源性ＣＨ３ＯＨ施用实验的重复性。在本研究也观察到类似的结果，用５％甲醇处理的矮牵牛生长状况明显比对照植物好，而１０％的甲醇喷施处理叶片发黄生长缓慢，说明高浓度甲醇对矮牵牛产生了一定的胁迫。根部施用２和６ｍｍｏｌ／Ｌ ＣＨ３ＯＨ处理结果表明，两种浓度ＣＨ３ＯＨ对矮牵牛幼苗生长均有促进作用，其中２ｍｍｏｌ／Ｌ ＣＨ３ＯＨ的促进效果更显着；同时，２ｍｍｏｌ／Ｌ的ＣＨ３ＯＨ处理幼苗的ＭＤＡ含量没有升高，而６ｍｍｏｌ／Ｌ ＣＨ３ＯＨ处理引起矮牵牛中氧化胁迫相关指标（包括Ｈ２Ｏ２、ＭＤＡ和ＰＣ）的升高，说明６ｍｍｏｌ／Ｌ ＣＨ３ＯＨ处理可能引起矮牵牛中膜脂以及蛋白质过氧化水平的升高，这可能是高浓度甲醇对矮牵牛生长刺激作用减弱的生理基础之一。
目前对于甲醇影响植物生长的机制有多种不同的假说或推测，其中碳源假说的理论依据是：
ＣＨ３ＯＨ在植物体内主要通过ＨＣＨＯ、ＨＣＯＯＨ和ＣＯ２的途径进行代谢，产生的ＣＯ２能够提高Ｒｕｂｉｓｃｏ周围的ＣＯ２／Ｏ２比率，从而提高Ｒｕｂｉｓｃｏ光合碳同化的能力和效率。本实验中２ｍｍｏｌ／Ｌ１３ＣＨ３ＯＨ处理矮牵牛中的主要代谢产物是［Ｕ－１３Ｃ］Ｆｒｕｃ和［Ｕ－１３Ｃ］Ｇｌｕｃ，这说明由２ｍｍｏｌ／Ｌ１３ＣＨ３ＯＨ代谢产生的ＨＣＯＯＨ确实进入卡尔文循环用于糖类物质的合成。而在６ｍｍｏｌ／Ｌ１３ＣＨ３ＯＨ处 理 矮 牵 牛 中 ［Ｕ－１３Ｃ］Ｆｒｕｃ和［Ｕ－１３Ｃ］Ｇｌｕｃ的生成量显着大于２ｍｍｏｌ／Ｌ１３ＣＨ３ＯＨ处理，说明有更多来自１３ＣＨ３ＯＨ的１３Ｃ标记被整合进入卡尔文循环并流向糖类物质的合成。然而在本实验固体ＭＳ培养条件下，２ｍｍｏｌ／Ｌ甲醇对矮牵牛生长的刺激作用效果最好。如果ＣＨ３ＯＨ刺激植物生长的效果是依靠其代谢产生的碳源供给，那么高浓度（６ｍｍｏｌ／Ｌ）ＣＨ３ＯＨ应该具有更强的刺激效果，但在ＭＳ培养基中添加６ｍｍｏｌ／Ｌ ＣＨ３ＯＨ对矮牵牛生长的促进作用效果不如２ｍｍｏｌ／Ｌ ＣＨ３ＯＨ。
这些结果说明来自甲醇代谢的碳源虽然被卡尔文循环同化为糖类物质或有机酸的碳骨架，但这部分碳源对促进植株生长的贡献不大，即本实验证据不支持碳源假说。甲醇代谢在植物体内的作用应该是使甲醇氧化产生的有毒物质ＨＣＨＯ、ＨＣＯＯＨ通过卡尔文循环的同化作用进行脱毒。本研究结果证实外源性１３ＣＨ３ＯＨ被矮牵牛吸收后在矮牵牛体内有游离１３ＣＨ３ＯＨ的积累。因此我们推测应该是游离甲醇可能以某种调控信号分子的形式发挥作用而刺激植物的生长。
参考文献：
［１］ＲＯＢＥＲＴ Ｃ，ＭＡＣＤＯＮＡＬＤ，ＲＡＹ Ｆ．Ｄｅｔｃｔｉｏｎ ｏｆ ｓｕｂｓｔａｎｔｉａｌ ｅｍｉｓｓｉｏｎｓ ｏｆ ｍｅｔｈａｎｏｌ ｆｒｏｍ ｐｌａｎｔｓ ｔｏ ｔｈｅ ａｔｍｏｓｐｈｅｒｅ［Ｊ］．Ａｔｍｏｓｐｈｅｒｉｃ Ｅｎｖｉ－ｒｏｎｍｅｎｔ，１９９３，２７（１１）：１ ７０９－１ ７１３．
［２］ＣＯＳＳＩＮＳ Ｅ Ａ．Ｔｈｅ ｕｔｉｌｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｃａｒｂｏｎ－１ｃｏｍｐｏｕｎｄｓ ｂｙ ｐｌａｎｔｓ：Ｉ．Ｔｈｅ ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ ｏｆ ｍｅｔｈａｎｏｌ－Ｃ１４ａｎｄ ｉｔｓ ｒｏｌｅ ｉｎ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｂｉｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓ［Ｊ］．Ｃａｎａｄｉａｎ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｂｉｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ，１９６４，４２（１２）：１ ７９３－１ ８０２．
［３］ＧＯＵＴ Ｅ，ＡＵＢＥＲＴ Ｓ，ＢＬＩＧＮＹ Ｒ，ｅｔ ａｌ．Ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ ｏｆ ｍｅｔｈａｎｏｌ ｉｎ ｐｌａｎｔ ｃｅｌｌｓ．Ｃａｒｂｏｎ－１３ｎｕｃｌｅａｒ ｍａｇｎｅｔｉｃ ｒｅｓｏｎａｎｃｅ ｓｔｕｄｉｅｓ［Ｊ］．ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌ．，２０００，１２３（１）：２８７－２９６．
［４］ＮＯＮＯＭＵＲＡ Ａ Ｍ，ＢＥＮＳＯＮ Ａ Ａ．Ｔｈｅ ｐａｔｈ ｏｆ ｃａｒｂｏｎ ｉｎ ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓ：ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｃｒｏｐ ｙｉｅｌｄｓ ｗｉｔｈ ｍｅｔｈａｎｏｌ［Ｊ］．Ｐｒｏｃｅｅｄｉｎｇｓ ｏｆ ｔｈｅＮａｔｉｏｎａｌ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ Ｕｎｉｔｅｄ Ｓｔａｔｅｓ ｏｆ Ａｍｅｒｉｃａ，１９９２，８９（２０）：９ ７９４－９ ７９８．
［５］ＮＡＤＡＬＩ Ｉ，ＰＡＫＮＥＪＡＤ Ｆ，ＭＯＲＡＤＩ Ｆ，ｅｔ ａｌ．Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｍｅｔｈａｎｏｌ ｏｎ ｓｕｇａｒ ｂｅｅｔ（Ｂｅｔａ ｖｕｌｇａｒｉｓ）［Ｊ］．Ａｕｓｔｒａｌｉａｎ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｃｒｏｐ Ｓｃｉ－ｅｎｃｅ，２０１０，４（６）：３９８－４０１．
［６］ＬＩ Ｙ Ｃ，ＧＵＰＴＡ Ｇ，ｅｔ ａｌ．Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｍｅｔｈａｎｏｌ ｏｎ ｓｏｙｂｅａｎ ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓ ａｎｄ ｃｈｌｏｒｏｐｈｙｌｌ［Ｊ］．Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｐｌａｎｔ Ｎｕｔｒｉｔｉｏｎ，１９９５，１８（９）：１ ８７５－１ ８８０．
［７］ＬＩ Ｚ Ｒ，ＹＩ Ｘ Ｆ．Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｍｍｅｔｈｎｏｌ ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｏｎ ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓ ａｎｄ ｙｉｅｌｄ ｏｆ ｌｅａｆ－ｕｓｅｄ ｌｅｔｔｕｃｅ［Ｊ］．Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ ＩｎｎｅｒＭｏｎｇｏｌｉａ Ｎｏｒｍａｌ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ（Ｎａｔ．Ｓｃｉ．Ｅｄｉ．）（内蒙古师范大学学报· 自然科学汉文版），２００４，３３（１）：７１－７３（ｉｎ Ｃｈｉｎｅｓｅ）．
［８］ＺＢＩＥＣ Ｉ，ＫＡＲＣＺＭＡＲＣＺＹＫ Ｓ．Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｍｅｔｈａｎｏｌ ｏｎ ｓｏｍｅ ｐｌａｎｔｓ［Ｊ］．Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｒｏｍａｎｉａｎ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｒｅｓｅａｒｃｈ，１９９７：７－８．
［９］ＭＩＲＡＫＨＯＲＩ Ｍ，ＰＡＫＮＥＪＡＤ Ｆ，ＭＯＲＡＤＩ Ｆ，ｅｔ ａｌ．Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｄｒｏｕｇｈｔ ｓｔｒｅｓｓ ａｎｄ ｍｅｔｈａｎｏｌ ｏｎ ｙｉｅｌｄ ａｎｄ ｙｉｅｌｄ ｃｏｍｐｏｎｅｎｔｓ ｏｆ ｓｏｙｂｅａｎ Ｍａｘ（Ｌ １７）［Ｊ］．Ａｍｅｒｉｃａｎ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｂｉｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ，２００９，５（４）：１６２－１６９．
［１０］ＭＵ Ｌ Ｌ（慕莉莉）．Ｉｎｆｌｕｅｎｃｅ ｏｆ ｍｅｔｈａｎｏｌ ｏｎ ｐｌａｎｔ ｇｒｏｗｔｈ［Ｊ］．Ｍｏｄｅｒｎ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ ａｎｄ Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ（现代农业科技），２０１０，（１１）：１３－１４（ｉｎ Ｃｈｉｎｅｓｅ）．
［１１］ＴＨＥＯＤＯＲＩＤＯＵ Ａ，ＤＯＲＮＥＭＡＮＮ Ｄ，ＫＯＴＺＡＢＳＩＳ Ｋ．Ｌｉｇｈｔ－ｄｅｐｅｎｄｅｎｔｉｎｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｓｔｒｏｎｇｌｙ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｍｉｃｒｏａｌｇａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｂｙ ｍｅｔｈａｎｏｌ［Ｊ］．Ｂｉｏｃｈｉｍｉｃａ ｅｔ Ｂｉｏｐｈｙｓｉｃａ Ａｃｔａ（ＢＢＡ）－Ｇｅｎｅｒａｌ Ｓｕｂｊｅｃｔｓ，２００２，１ ５７３（２）：１８９－１９８．
［１２］ＧＵＲＥＬ Ａ，ＣＯＳＫＵＮ Ｏ，ＡＲＭＵＴＣＵ Ｆ，ｅｔ ａｌ．Ｖｉｔａｍｉｎ Ｅ ａｇａｉｎｓｔ ｏｘｉｄａｔｉｖｅ ｄａｍａｇｅ ｃａｕｓｅｄ ｂｙ ｆｏｒｍａｌｄｅｈｙｄｅ ｉｎ ｆｒｏｎｔａｌ ｃｏｒｔｅｘ ａｎｄ ｈｉｐｐｏ－ｃａｍｐｕｓ：Ｂｉｏｃｈｅｍｉｃａｌ ａｎｄ ｈｉｓｔｏｌｏｇｉｃａｌ ｓｔｕｄｉｅｓ［Ｊ］．Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｃｈｅｍｉｃａｌ Ｎｅｕｒｏａｎａｔｏｍｙ，２００５，２９（３）：１７３－１７８．
［１３］ＧＡＹ Ｃ，ＧＥＢＩＣＫＩ Ｊ．Ｍｅａｓｕｒｅｍｅｎｔ ｏｆ ｐｒｏｔｅｉｎ ａｎｄ ｌｉｐｉｄ ｈｙｄｒｏｐｅｒｏｘｉｄｅｓ ｉｎ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｓｙｓｔｅｍｓ ｂｙ ｔｈｅ ｆｅｒｒｉｃ－ｘｙｌｅｎｏｌ ｏｒａｎｇｅ ｍｅｔｈｏｄ［Ｊ］．Ａｎａ－ｌｙｔｉｃａｌ Ｂｉｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ，２００３，３１５（１）：２９－３５．
［１４］ＨＥＭＭＩＮＧ Ｄ，ＣＲＩＤＤＬＥ Ｒ，ＨＡＮＳＥＮ Ｌ．Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｍｅｔｈａｎｏｌ ｏｎ ｐｌａｎｔ ｒｅｓｐｉｒａｔｉｏｎ［Ｊ］．Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ，１９９５，１４６（３）：１９３－１９８．
［１５］ＲＯＷＥ Ｒ，ＦＡＲＲ Ｄ，ＲＩＣＨＡＲＤＳ Ｂ．Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｆｏｌｉａｒ ａｎｄ ｒｏｏｔ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ ｏｆ ｍｅｔｈａｎｏｌ ｏｒ ｅｔｈａｎｏｌ ｏｎ ｔｈｅ ｇｒｏｗｔｈ ｏｆ ｔｏｍａｔｏ ｐｌａｎｔｓ（Ｌｙｃｏｐ－ｅｒｓｉｃｏｎ ｅｓｃｕｌｅｎｔｕｍ Ｍｉｌｌ）［Ｊ］．Ｎｅｗ Ｚｅａｌ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｃｒｏｐ ａｎｄ Ｈｏｒｔｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅ，１９９４，２２（３）：３３５－３３７．
［１６］ＦＲＡＮＣＳ－ＳＭＡＬＬ Ｃ，ＡＭＢＡＲＤ－ＢＲＥＴＴＥＶＩＬＬＥ Ｆ，ｅｔ ａｌ．Ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ａ ｍａｊｏｒ ｓｏｌｕｂｌｅ ｐｒｏｔｅｉｎ ｉｎ ｍｉｔｏｃｈｏｎｄｒｉａ ｆｒｏｍ ｎｏｎｐｈｏｔｏｓｙｎ－ｔｈｅｔｉｃ ｔｉｓｓｕｅｓ ａｓ ＮＡＤ－ｄｅｐｅｎｄｅｎｔ ｆｏｒｍａｔｅ ｄｅｈｙｄｒｏｇｅｎａｓｅ［Ｊ］．Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌ．，１９９３，１０２（４）：１ １７１－１ １７７．
