畜牧兽医论文
2.2 毛 圆线 虫 Grant等[33]在1994年借助RFLP分子杂交技术， 使用简单非重复性的探针对蛇形毛圆线虫 （Trichostrongylus colubriformis） 的种群间和种群内的遗传关系进行了分析， 同时比较了蛇形毛圆线虫的实验室株和野生株之间的遗传差异。 研究发现实验室株的多态性并不少于野生株， 说明在相对规模小的种群内也能维持足够的多态性。PCR-RFLP 标记也可应用于寄生线虫种类的鉴定， 利用该技术鉴别来自山羊、 绵羊、 牛和猪体内的 24 种 毛 圆 线 虫 , 对 核 糖 体 DNA 内 转 录 间 隔 区（ITS） 的PCR-RFLP分 析结果表明 , ITS-1和ITS-2是鉴别寄生线虫种类的特异性遗传标记[34].以RAPD作为种类特异性的标记对毛圆线虫进行鉴定， 但是这些寄生线虫的种内高度变异使得鉴定结果不可靠， 需要同时结合生态学和形态学一起进行种类上的鉴别[35].
2.3 肺线 虫 利用线粒体 cox1 基因分析瑞典胎生肺线虫 （Dictyocaulus viviparus） 的种群遗传结构，数据分析后共得到12个单倍体， 单倍型多态性和核苷酸多态性分别是0.160和0.002, 不同地理起源的12个单倍体聚类分析 没有发现明显的遗传结构 , 分析结果表明牛肺线虫的种群内部遗传差异较小， 并且种群间的基因流动也较低[36].利用AFLP标记对来自瑞典的胎生肺线虫的8个野生株和1个实验室株的种群遗传结构进行分析，结果显示种群内的杂合体较少， 这可能与种群的突变率和迁移率保持平衡有关。 从AFLP图谱上可发现实验室株与野生株的种群遗传结构有所不同。 将野生株和实验室株作为一个整体时， 分析结果显示有50%的变异发生在种群内部。 而8个野生株单独分析时， 发现有60%的变异发生在种群内部[37].应用mtDNA （cox3、 nad5、 rrnL、 trna） 和AFLP两种分子标记对同样的8个野生株和1个实验室株进行种群遗传结构研究， 发现这8个野生株中至少存在3个亚种群结构， 其中有1个占主导地位。 在这个占主导地位的种群中又分化出两个较小的遗传组群， 该分析结果意味着这些牛肺线虫有着多重的来源[38].
2.4 环 背带线 虫 （Teladorsagia circumcincta） 使用线粒体nad4基因研究来自法国和摩洛哥的11个环背带线虫种群的遗传结构， 结果显示所有的种群都呈现高度的核苷酸多态性， 在小规模的地理范围内（小于200 km） 种群没有发生遗传亚分化 , 在 大规模的地理范围内FST值比较显着， 但种群之间的遗传差异不明显[39].由于环背带线虫的种群遗传学信息较少， 限制了对药物抗药性的研究， Grillo等[40]在2006年通过环背带线虫的EST数据库筛选了7个多态性丰富、 稳定性好、 扩增效率高的微卫星位点用于种群遗传学的研究。 以5对微卫星标记分析环背带线虫的9个野生株和3个实验室株的种群内和种群间的遗传关系，结果显示所有的种群均在种群内部表现出了高度的遗传变异。 对于来自英国不同地理起源的野生株和实验室株的种群没有检测到遗传差异； 而来自法国野生株的4个种群和来自新西兰实验室株的1个种群在种群间表现出明显的遗传差异。 最后分析结果表明寄生在山羊体内的环背带线虫不是单一的虫种，有可能存在隐藏种[41].
2.5 钩 虫 将 PCR-SSCP 标 记与 DNA 测 序相结合研究犬钩虫 （Ancylostoma caninum）、 十二指肠钩虫（ Ancylostoma duodenale） 和 美 洲 钩 虫 （ Necatoramericanus） 的群体遗传结构 , 结果表明在犬钩虫和十二指肠钩虫中存在着亚种结构， 来自中国和多哥的美洲钩虫有4个不同的核苷酸固定位点变异，暗示美洲钩虫是一个复杂的种群， 这些发现说明钩虫的种群遗传学研究有着重要的流行病学意义[42 ].以线粒体cox1基因为遗传标记， 对寄生在人、狗和猫体内的钩虫的遗传特征进行研究， 系统发育分析发现不同宿主体内的钩虫分成两个聚类群， 其中一簇包括寄生在人体内的3个隔离株， 另一簇由寄生在人和动物体内的19个隔离株组成。 进一步分析发现两个聚类群的钩虫的核苷酸序列有5个碱基的差异， 这些发现意味着不同宿主体内的钩虫可能存在相似的单倍型[43]. 以同样的遗传标记对寄生在澳洲海狮 （Neophoca cinerea） 体内的钩虫进行种群遗传结构分析， 研究发现种群间基因流动高， 遗传分化程度较低， 反驳了由于地理隔离阻碍了钩虫基因流动的假设[44].
2.6 鼠 类 圆 线 虫 利用PCR-RFLP标记对来自英国和德国的鼠类圆线虫 （Strongyloides ratti） （寄生在野生鼠体内） 种群遗传结构进行分析， 分析表明来自宿主体内不同个体间的差异为73.3%, 同一采样地点不同种群间的差异为25.3%, 不同采样地点之间的样品遗传差异很小， 为1.4%, 得到的数据说明鼠类圆线虫的种群间存在着一定的基因流[45].
2.7 其 它 线 虫 Dame 等[46 ]在1992年应用线粒体标记分析奥斯特线虫 （Ostertagia ostertagi） 的种群遗传多样性， 发现来自不同地理位置的种群间存在很高的基因流。 利用RAPD标记技术， 选择10条随机性引物扩增异小杆线虫 （Heterorhabditis） 的基因组DNA,分析噬菌异小杆线虫 （Heterorhabditis bacteriophora）（HP88 和E1）， 夏威夷异小杆线虫 （H. hawaiiensis）（ MG-13） , H. hepialius （ Bodega Bay） , H. indicus（EMS-13和Coimbatore）， 大异小杆线虫 （H. megidis）（HSH2和HO1）， H. zealandica和H. marelatus （OH10）等7种异小杆线虫和不同隔离株之间的遗传相似度及 差 异 关 系 . H. hawaiiensis MG-13、 H. indicus和H. zealandica这3种线虫来自哥伦比亚 , EMS-13隔 离株 来 自 埃 及 , H . hepialius 来 自 加 利 福 尼 亚 ,H. marelatus来 自美国 . 结果表明同一种个体间平均相似百分比为96.25%, 比较异小杆线虫 的3个 种时， 发现隔离株之间的平均相似百分比为83.8%,不同种之间的平均相似百分比为31.3%[47].
应用PCR-SSCP标记和对线粒体cox1基因的部分片段测序两种方法， 有学者分析了来自欧洲和亚洲不同地理起源， 寄生在猫、 狗和狐狸体内的结膜吸允线虫 （Thelazia callipaeda） 的种群遗传结构。 对欧洲37个个体 （寄生在狗、 狐狸和猫体内） 的cox1基因序列进行分析， 发现有6个核苷酸位点没有发生突变。 而对亚洲的13个个体 （寄生在狗体内） 的cox1基因序列进行分析 , 发 现这6个核苷酸位点中5个位点发生了G→A转换， 1个位点发生了C→T转换。 PCR-SSCP标记的分析结果与线粒体cox1基因测序分析结果一致， 说明PCR-SSCP对于结膜吸允线虫的种群遗传学研究是一个很好的分子遗传标记[48].
利用PCR-SSCP标记分析寄生在有袋类和啮齿类动物体内的毛细线虫 （Capillaria sensulato） 的种群遗传结构， 结果表明来自同一宿主体内的毛细线虫没有表现出明显的遗传差异， 并且在同一宿主体内此类线虫会寄生在1~3个不同的组织器官中， 但是来自不同宿主体内的毛细线虫则存在较明显的遗传差异， 提示可能由寄生宿主种类的特异性引起毛细线虫的种群遗传差异[49].
3结语
随着分子生物学技术突飞猛进的发展， 对寄生线虫的分子分类学、 分子进化学和种群遗传学等方面取得了一些研究进展， 但对于寄生线虫这个庞大的生物群体而言还存在很多的科学空白。 近些年来， 国内开展了关于捻转血矛线虫[26]、 旋 毛虫[50]、美洲钩虫[51]和弓首蛔虫 （Toxocara）[52]等寄生线虫种群遗传学的研究， 这些研究将为进一步了解寄生线虫的种群遗传学特征提供良好的理论支持。 分子遗传标记技术的发展对寄生线虫新虫种的分子鉴定和系统进化的研究起到了巨大的推动作用。 然而， 对于大多数寄生线虫而言， 基因组和遗传进化信息尚且未知， 这些资料的匮乏使得对寄生线虫的宿主群的形成过程、 宿主的防御和选择压力以及寄生虫药物抗药性形成的研究捉襟见肘， 不断丰富寄生线虫在基因组、 转录组、 蛋白组以及代谢组等方面的资料， 将会对研究其分子分类学、 群体遗传学、 分子流行病学和寄生虫病的防治提供重要的帮助。
参 考 文 献
[ 1 ] 马 克平 . 试 论生物多样性的概念 [J]. 生 物多样性 , 1993 , 1（1 ）： 20-22.
[ 2 ] Moritz C , Hillis DM. Molecular systematic s [M]. Sunderland :Sinauer , 1990 : 1-11.
[ 3 ] Millar CL , Libby WJ. Strategies for conserving clinal cotypicand disjunct population diversity in widespread species [M].New York : Oxford University Press , 1991 : 149-170.
[ 4 ] 沈 浩 , 刘登义。 遗传多样性概述[J]. 生 物学杂志 , 2001 , 18（3）： 5-7.
[ 5 ] Gasser RB, Newton SE. Genomic and genetic research on bursatenematodes: significance, implications and prospect [J]. Int JParasitol , 2000 , 30（4 ）： 509-534.
[ 6 ] Prichard R. Genetic variability following selection of Haemonchuscontortus with anthelmintics [J ]. Trends Parasitol , 2001 , 17（9 ）： 445-453.
[ 7 ] 张 晨昊 , 杨毅梅 . 分子标记技术在寄生虫分类鉴定中的应用[J]. 中国寄生虫学与寄生虫病杂志， 2009, 27（3）： 261-266.
[ 8 ] Botstein D , White RL , Skolnick M , et al. Construction of agenetic linkage map in man using restriction fragment lengthpolymorphisms[J]. Am J Hum Genet, 1980, 32（3）： 314-331.
[ 9 ] Saperstein DA , Nickerson JM . Restriction fragment lengthpolymorphism analysis using PCR coupled to restriction digest[J]. Bio Techniques , 1991 , 10（4 ）： 488-489.